Изучение фармакокинетики нового производного изоксазола на крысах с применением ВЭЖХ-МС/МС для анализа проб крови

ВВЕДЕНИЕ

Ингибиторы карбоангидразы (КА) — лекарственные средства (ЛС), механизм действия которых основан на связывании с ионом цинка, находящимся в активном центре этого фермента. Такие ЛС широко применяют в офтальмологии для терапии открытоугольной глаукомы, характерным симптомом которой является повышенное внутриглазное давление. Терапевтический эффект при этом вызван уменьшением секреции внутриглазной жидкости в переднюю камеру глаза благодаря снижению активности КА II типа [1].

Первые препараты системного действия (ацетазоламид, метазоламид и этоксоламид) блокировали все изоформы КА, тем самым вызывая множественные нежелательные лекарственные реакции [1]. В настоящее время широко используют селективные ингибиторы КА II типа бринзоламид и дорзоламид, обладающие местным действием, которые производят, в том числе в форме глазной суспензии. Это значительно снижает частоту и тяжесть побочных эффектов [2]. Новое соединение данной группы 5-[ 5-(трифторметил)-1,2-оксазол-3-ил]-фуран-2-сульфонамид (TFISA) (I) в виде 1% суспензии по своей фармакологической активности и продолжительности действия превосходит разработанные ранее ЛС [3]. В процессе биотрансформации данного соединения образуются два метаболита: N-гидрокси-5-[ 5-(трифторметил)-1,2-оксазол-3-ил]-фуран-2-сульфонамида (M1) (II) и N-ацетил-5-[ 5-(трифторметил)-1,2-оксазол-3-ил]-фуран-2-сульфонамида (M2) (III).

Бринзоламид [4], дорзоламид [5], а также близкий по структуре к изучаемому действующему веществу 4-(2-метил-1,3-оксазол-5-ил)-бензолсульфонамид [6] при инстилляции в глаз способны попадать в системный кровоток. Поэтому в рамках данного исследования предусмотрено определение относительной биодоступности субстанции TFISA. Все представители группы ингибиторов КА способны накапливаться в эритроцитах [4–6], поэтому при доклиническом изучении суспензии TFISA целесообразно определение фармакокинетических констант действующего вещества и его метаболитов в крови лабораторных животных в дополнение к рекомендованному в нормативной документации исследованию плазмы крови¹. Аналогичный подход к проведению фармакокинетических исследований характерен для циклоспорина А [7], такролимуса [8], эверолимуса [9], индапамида [10], финголимода [11]. В качестве биологического объекта для определения концентрации данных аналитов также выбрана цельная кровь.

Биоаналитические методики для измерения концентрации TFISA и его метаболитов ранее разработаны не были. Дополнительной задачей при разработке методики является предотвращение разложения N-гидрокси-5-[ 5-(трифторметил)-1,2-оксазол-3-ил]-фуран-2-сульфонамида, способного окисляться с образованием 5-[ 5-(трифторметил)-1,2-оксазол-3-ил]-фуран-2-сульфоновой кислоты [6][12]. Так, в исследовании фармакокинетики 4-(2-метил-1,3-оксазол-5-ил)-бензолсульфонамида, который также метаболизируется путем N-гидроксилирования сульфонамидной группы, для данных целей был использован 10% водный раствор тиосульфата натрия, который добавляли к К₃ЭДТА-крови в объемном соотношении 1:1 [6].

Цель работы — разработка биоаналитической методики определения 5-[ 5-(трифторметил)-1,2-оксазол-3-ил]-фуран-2-сульфонамида и его метаболитов N-гидрокси-5-[ 5-(трифторметил)-1,2-оксазол-3-ил]-фуран-2-сульфонамида и N-ацетил-5-[ 5-(трифторметил)-1,2-оксазол-3-ил]-фуран-2-сульфон-амида в крови лабораторных животных и сравнение фармакокинетики глазной суспензии TFISA после однократной инстилляции и внутрибрюшинного введения крысам.

МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ

Активная субстанция 5-[ 5-(трифторметил)-1,2-оксазол-3-ил]-фуран-2-сульфонамида и его глазная суспензия разработаны и произведены в Центре трансфера фармацевтических технологий им. М.В. Дорогова ЯГПУ им. К.Д. Ушинского. Состав исследуемой суспензии: TFISA — 50 мг, карбопол 974 — 20 мг, твин-80 — 2,5 мг, маннитол — 165 мг, 10% раствор натрия гидроксида до рН 7,5–8,5, 0,9% раствор натрия хлорида — до 5 мл. Данная субстанция находится на стадии доклинического исследования. Изучение фармакокинетики действующего вещества проводили на лабораторной серии суспензии.

В работе использовали метанол (LiChrosolv hypergrade for LC–MS, Merck KGaA) и муравьиную кислоту (Optima LC–MS-Grade, Thermo Fisher Scientific), пригодные для ВЭЖХ-МС-анализа для приготовления подвижной фазы. Деионизированную воду получали с помощью установки Arium Mini (Sartorius AG).

В работе использованы субстанции, синтезированные в Центре трансфера фармацевтических технологий им. М.В. Дорогова ЯГПУ им. К.Д. Ушинского: 5-[ 5-(трифторметил)-1,2-оксазол-3-ил]-фуран-2-сульфонамид (99,1%), N-гидрокси-5-[ 5-(трифторметил)-1,2-оксазол-3-ил]-фуран-2-сульфонамид (98,2%) (М1), N-ацетил-5-[ 5-(трифторметил)-1,2-оксазол-3-ил]-фуран-2-сульфонамид (98,5%) (М2), 5-[ 2-(морфолин-4-карбонил)-1,3-оксазол-5-ил]-тиофен-2-сульфонамид (THSA) (IV) (98,3%) — внутренний стандарт (ВС). Структура и чистота данных соединений охарактеризованы методами ЯМР-спектроскопии, ИК-спектроскопии, масс-спектрометрии, высокоэффективной жидкостной хроматографии и газовой хроматографии. Это позволило использовать их в качестве стандартных образцов определяемых веществ.

Исходные растворы аналитов и внутреннего стандарта с концентрацией 1000 мкг/мл готовили в диметилсульфоксиде (х.ч., АО «Ленреактив»), рабочие растворы — в метаноле (режим хранения — не выше +4 °С).

Исследование проводили с помощью ВЭЖХ-МС/МС-системы, включающей в себя тандемный масс-спектрометрический детектор QTRAP 5500 (AB Sciex) и хроматограф 1260 Infinity (Agilent Technologies) с бинарным насосом G1312B, автодозатором G1329B с внешним термостатом G1330B, термостатом колонок G1316A. Для управления прибором использовано программное обеспечение Analyst 1.6.2, для интегрирования полученных хроматограмм — MultiQuant 3.0.5 (AB Sciex).

Хроматографическое разделение осуществляли в градиентном режиме на колонке Zorbax Eclipse Plus C₁₈ (150×3,0 мм, 3,5 мкм) с предколонкой Zorbax Eclipse Plus C₁₈ (12,5×2,1 мм, 5,0 мкм) (Agilent Technologies) при скорости потока 0,6 мл/мин и температуре термостата 40 °С. Динамика изменения соотношения компонентов подвижной фазы: 0,1% водного раствора муравьиной кислоты (А) и метанола (В), представлена в таблице 1.

Масс-спектрометрическое детектирование проводили в режиме мониторинга множественных реакций (MRM) (табл. 2). Количественные MRM-переходы использовали для количественного определения аналитов, контрольные MRM-переходы — для дополнительного подтверждения правильности идентификации. MRM-переход внутреннего стандарта THSA 342→78 m/z с более интенсивным сигналом применяли для расчета концентрации TFISA, MRM-переход 342→110 m/z с менее интенсивным сигналом — для расчета концентрации М1 и М2. Для ионизации элюата использовалось электрораспыление: полярность отрицательная, напряжение — 4500 В; температура источника ионов — 700 °С.

Для подготовки проб крови применяли осаждение белков и форменных элементов: к 20 мкл крови лабораторного животного добавляли 200 мкл метанольного раствора THSA c концентрацией 500 нг/мл, смесь перемешивали, добавляли 10 мкл 1% водного раствора муравьиной кислоты и снова перемешивали. Пробу центрифугировали (Heraeus Multifuge X3R, Thermo Fisher Scientific) 5 мин при 10000 об./мин. Надосадочная жидкость вводилась в хроматографическую систему.

Калибровочные образцы (K1–K8), образцы контроля качества (нижний предел количественного определения (НПКО), нижний, средний и верхний уровни концентрации) и образцы для теста разведения (Dil) готовили путем добавления к 95 мкл крови лабораторного животного 5 мкл комбинированного рабочего раствора аналитов соответствующего уровня концентрации. Концентрация аналитов в комбинированном рабочем растворе аналитов в 20 раз превышала их концентрацию в соответствующем образце (табл. 3).

Валидацию разработанной методики проводили согласно требованиям Правил проведения исследований биоэквивалентности лекарственных препаратов² и руководства ICH M10³ по следующим показателям:

• селективность;
• градуировочная кривая;
• правильность и прецизионность внутри серии (по 2 серии на образцах биоматериала крысы и кролика) и между сериями;
• эффект разведения образца (двухкратное разведение);
• эффект матрицы (расчет относительного стандартного отклонения (RSD), нормализованного фактора матрицы и правильности и прецизионности измерений на нижнем (LQС) и верхнем (HQC) уровнях концентрации);
• перенос аналитов и ВС из предыдущей пробы;
• стабильность (краткосрочная стабильность (STS) (цельная кровь); долгосрочная стабильность (LTS) (цельная кровь); стабильность после 3 циклов заморозки/разморозки (FTS) (цельная кровь); стабильность приготовленных проб в автодозаторе (ASS);
• воспроизводимость при повторном введении аналитической серии.

Образцы НПКО, нижнего, среднего и верхнего уровня концентраций, а также Dil готовили в 6 повторностях для каждого испытания, калибровочные образцы — в одной повторности.

Для первоначальной оценки фармакокинетических параметров в крови в рамках данного исследовании выбраны крысы, так как этот вид является наиболее доступной экспериментальной моделью [13][14]. При выявлении высоких концентраций TFISA и его метаболитов в крови эксперимент может быть проведен также на втором виде животных-негрызунов — кроликах, поэтому методику разрабатывали для измерения концентрации аналитов в крови обоих видов животных.

Холостые образцы крови крыс линии Wistar массой более 500 г отбирали из яремной вены, холостые образцы крови кроликов породы Советская шиншилла массой более 3 кг — из ушной вены (все животные — питомник ООО «СМК Стезар»). Для данных целей использовали пробирки Improvacuter объемом 3 мл (Guangzhou Improve Medical Instruments Co.).

Оценку селективности и матричных эффектов проводили отдельно для каждого вида животных. Образцы контроля качества и холостые образцы готовили с применением крови, полученной от 6 разных животных, включая цельную и размороженную кровь. На основании результатов проведенных испытаний дизайн валидации был оптимизирован и количество серий по определению правильности и прецизионности сокращено до 2 для каждого биологического вида (крысы и кролики). Стабильность аналитов изучали только на образцах крови крыс, так как в ходе предварительного подбора антикоагулянта различий между матрицами не установлено.

Исследование фармакокинетики 1% суспензии 5-[ 5-(трифторметил)-1,2-оксазол-3-ил]-фуран-2-сульфонамида проводили на двух группах крыс линии Wistar по 6 особей (по 3 самца и 3 самки, питомник ООО «СМК Стезар»). Первой группе животных (масса 216±26 г (M±SD)) проводили инстилляцию лекарственного препарата из расчета 40 мкл в каждый глаз, что соответствовало дозе 3,7 мг/кг (в расчете на среднюю массу животных в группе):

Второй группе (масса 230±32 г (M±SD)) вводили изучаемую суспензию внутрибрюшинно в дозе 3,7 мг/кг. Данный способ выбран для оценки относительной биодоступности ввиду нерастворимости действующего вещества в воде. Использование двух параллельных групп животных обосновано длительным периодом полувыведения TFISA и его основного метаболита M1. Рандомизацию испытуемых не проводили. Отбор проб крови выполняли до введения препарата, а также через 0,5; 1; 1,5; 2; 3; 4; 6; 8; 12; 24; 48; 72; 144; 216 ч после введения в объеме 0,2 мл. Для данных целей использовали капиллярные пробирки Impromini (Guangzhou Improve Medical Instruments Co.), содержащие смесь натрия фторида и калия оксалата. Затем аликвоту цельной крови объемом 50 мкл замораживали до температуры не выше –70 °С (морозильная камера MELING DV-HL218).

Исследование одобрено этическим комитетом ЯГПУ им. К.Д. Ушинского (протокол № 2 от 10.10.2023).

Фармакокинетические параметры изучаемых соединений рассчитывали с применением программного пакета R v. 3.3.2 (модуль Bear v. 2.7.7) (R-Project): оценены максимальная концентрация аналита в крови (C_max), время наступления максимальной концентрации аналита в крови (T_max), площадь под фармакокинетической кривой начиная с момента приема препарата до времени последнего отбора крови (AUC_0-t), площадь под фармакокинетической кривой начиная c момента приема препарата до бесконечности (AUC_0-∞), константа элиминации (K_el), период полувыведения аналита (Т_1/2), среднее время удержания аналита в крови (MRT); использован некомпартментный подход.

Программное обеспечение Statsoft Statistica 10.0.1011 использовано для расчета показателей описательной статистики: среднего арифметического (M), стандартного отклонения (SD), относительного стандартного отклонения (RSD), стандартной ошибки среднего (SEM).

РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ

Подобранные условия хроматомасс-спектрометрического определения позволили достичь высокого уровня чувствительности для определения каждого аналита. Выбранная программа градиентного элюирования (табл. 1) позволила надежно разделить TFISA и его ацетилированный метаболит M2 (разрешение между пиками >5), который подвержен фрагментации в процессе ионизации до исходного иона действующего вещества. Это обеспечило требуемую селективность разработанной методики.

На следующей стадии исследования осуществляли выбор антикоагулянта путем оценки краткосрочной стабильности (24 ч на хладоэлементе со льдом), стабильности приготовленных проб в автосэмплере (24 ч при +4 °С), стабильности после 3 циклов заморозки/разморозки (FTS) основного метаболита N-гидрокси-5-[ 5-(трифторметил)-1,2-оксазол-3-ил]-фуран-2-сульфонамида. При этом использовали свежую цельную кровь и размороженную кровь, хранившуюся в течение 1 месяца в морозильной камере при температуре не выше –70 °С. Необходимость такого эксперимента обусловлена возможным снижением активности антиоксидантных систем эритроцитов в процессе хранения. В качестве антикоагулянтов применяли К₃ЭДТА, гепарин лития и натрия фторид / калия оксалат (NaF/K₂C₂O₄). На начальном этапе анализировали по 2 пробы цельной и гемолизированной крови с добавлением каждого антикоагулянта и комбинированного рабочего раствора аналитов с концентрацией на уровне HQC: 1 проба — из крови крысы, 1 проба — из крови кролика. Для осаждения белков и форменных элементов применяли только метанольный раствор THSA. Расчеты осуществляли методом внешнего стандарта относительно свежеприготовленного образца.

Результаты определения STS и FTS c использованием гепарина лития и смеси NaF/K₂C₂O₄ соответствовали допустимому диапазону 85–115%⁴ от номинального значения концентрации М1. При хранении проб в автосэмплере наблюдали разложение N-гидроксиметаболита при применении всех антикоагулянтов, но при применении комбинации NaF/K₂C₂O₄ оно было наименьшим. Данный антикоагулянт был выбран для дальнейшего подтверждающего исследования, в ходе которого анализировали по 6 проб цельной и гемолизированной крови с добавкой аналитов: 3 пробы — из крови крысы, 3 пробы — из крови кролика. Для стабилизации М1 к пробам после осаждения компонентов матрицы метанолом добавляли 1% водный раствор муравьиной кислоты, как и в работе [6] для стабилизации близкого по структуре N-гидрокси-4-(2-метил-1,3-оксазол-5-ил)-бензолсульфонамида. Полученные результаты соответствовали установленным требованиям⁵ (рис. 1 «Результаты изучения стабильности N-гидрокси-5-[ 5-(трифторметил)-1,2-оксазол-3-ил]-фуран-2-сульфонамида в крови с применением различных антикоагулянтов», опубликован на сайте журнала⁶).

После выбора антикоагулянта и условий пробоподготовки проведена полная валидация разработанной методики (табл. 4, 5). Оценка селективности определения изучаемых соединений и внутреннего стандарта выполнена совместно с испытанием внутрисерийной прецизионности и правильности (табл. 6 «Результаты оценки внутрисерийной правильности и прецизионности методики определения 5-[ 5-(трифторметил)-1,2-оксазол-3-ил]-фуран-2-сульфонамида и его метаболитов в крови лабораторных животных», опубликована на сайте журнала⁷). Площадь хроматографических пиков TFISA, М1 и М2 на хроматограммах холостых образцов крови крыс и кроликов не превышала 20%, площадь хроматографического пика THSA — 5% от площади хроматографических пиков данных веществ в соответствующих образцах с концентрацией НПКО (рис. 2 «Примеры хроматограмм холостого образца крови крысы и образца на уровне нижнего предела количественного применения», опубликован на сайте журнала⁸). Калибровочные зависимости, которые строили по соотношениям площадей хроматографических пиков «аналит/THSA», носили линейный характер. Угловые и свободные коэффициенты градуировочных кривых были близки для образцов крови обоих видов животных.

Изучение матричных эффектов проводили двумя способами. По первому способу осуществляли расчет коэффициента вариации нормализованного фактора матрицы (NMF)². Его величина составляла 1,91–8,75% для каждого изучаемого соединения в крови крыс и кроликов и не превышала максимально допустимые 15%. Значение NMF аналитов в крови у обоих видов животных при этом близкие: 0,872–0,908 — для TFISA, 0,836–0,884 — для М1, 0,887–0,922 — для М2. Максимальная разница между NMF составляла 5,43% (для М1), что значительно меньше 15%. Это позволяет объединить результаты аналитических серий, выполненных на образцах крови крысы и кролика, при оценке межсерийной прецизионности и правильности. Оценку матричных эффектов вторым способом проводили путем расчета относительной погрешности (δ) и RSD на нижнем и верхнем уровнях концентраций (табл. 6, опубликована на сайте журнала⁹). Величина δ в случае каждого аналита укладывалась в диапазон –9,83÷10,36%, RSD не превышало 9,30%, что соответствовало установленным требованиям¹⁰.

Правильность и прецизионность методики изучали путем анализа 4 аналитических серий: по 2 серии на образцах крови крыс и кроликов (табл. 5, 6). Средние значения δ каждого аналита входили в установленный диапазон ±15% в образцах нижнего, среднего и верхнего уровней концентрации, значения RSD для каждого уровня не превышала 15%. Для НПКО-проб величина δ для TFISA, M1 и M2 составляла ±20%, величина RSD была менее 20% (табл. 6, опубликована на сайте журнала¹¹). Результаты межсерийного сравнения также входили в указанные выше допустимые диапазоны (табл. 5). При двукратном разведении проб крови с концентрацией Dil относительная погрешность определения для TFISA составила 7,95%, для M1 — 6,48%, для M2 — 6,87%, что соответствовало критериям приемлемости. Перенос TFISA из предыдущей пробы в холостой образец не превышал 20% от уровня образца НПКО, перенос остальных аналитов и внутреннего стандарта из предыдущей пробы отсутствовал.

В ходе валидации подтверждена краткосрочная стабильность, стабильность после 3 циклов заморозки/разморозки, долгосрочная стабильность при температуре не выше минус 70 °С в течение 30 сут, стабильность приготовленных проб в автодозаторе (табл. 7): отклонение рассчитанных концентраций аналитов от номинальных значений не превышало ±15%. Для испытаний использовали только образцы крови крыс ввиду отсутствия различий в матричных эффектах и приемлемых результатов предварительных испытаний, выполненных на биологических объектах обоих видов. При повторном анализе серии спустя 72 ч величина относительной погрешности измерений аналитов входила в диапазон –0,49÷9,09%, а величина RSD на каждом уровне концентраций –2,09÷12,95% (табл. 5). Таким образом, выбранный антикоагулянт предотвратил разложение M1 при хранении образцов крови, а добавление 1% раствора муравьиной кислоты обеспечило стабильность приготовленных проб в автодозаторе.

Исследование фармакокинетики 5-[ 5-(трифторметил)-1,2-оксазол-3-ил]-фуран-2-сульфонамида в форме 1% глазной суспензии проводили с использованием валидированной методики. Рассчитанные значения фармакокинетических параметров TFISA, M1 и М2 после инстилляции лекарственного препарата в глаз и его внутрибрюшинного введения представлены в таблице 8, их фармакокинетические профили — на рисунке 3.

Величина максимальной концентрации TFISA в крови составила ~8 мкг/мл после глазной инстилляции (OI) и ~11,6 мкг/мл после внутрибрюшинной инъекции (IP). Значения AUC_0-t данного соединения при обоих способах введения достаточно близкие, величина относительной биодоступности действующего вещества — 90,2% (табл. 8). Период полувыведения TFISA достаточно длительный — около 58 ч (OI) и 61 ч (IP) и сопоставимый при двух изученных путях введения.

Фармакокинетический профиль основного метаболита М1 после закапывания суспензии в глаз характеризовался медленным нарастанием концентрации данного аналита до величины ~0,7 мкг/мл к ~7,7 ч после введения и медленным ее снижением (рис. 3). При внутрибрюшинном способе введения детектирован более высокий уровень C_max данного метаболита — ~1,6 мкг/мл, достигнутый значительно быстрее — через 1,8 ч после введения. Длительность периода полувыведения М1 после инстилляции составила ~70 ч, а после инъекции в брюшную полость — ~93 ч. N-гидроксипроизводное имело близкие значения AUC_0-t при обоих способах введения (табл. 8). Это может быть связано с более медленным перераспределением действующего вещества из эритроцитов в плазму после закапывания в глаз, что привело к более продолжительному образованию и элиминации М1. При инъекции, вероятно, TFISA сразу в большом количестве проникает в плазму, из которой легче попадает в гепатоциты, поэтому в первые часы после внутрибрюшинного введения TFISA подвергается более интенсивной биотрансформации.

Концентрации N-ацетилпроизводного в крови значительно ниже концентраций TFISA, N-гидроксипроизводного. Так, при инстилляции ЛС в глаз C_max достигает ~6,4 нг/мл, а при внутрибрюшинной инъекции — ~19,0 нг/мл. Величина T_max M2 (2,4 ч (OI) и 1,7 ч (IP)) при обоих способах введения близка к T_max TFISA (2,8 ч (OI) и 1,3 ч (IP)). Период полувыведения М2 меньше, чем TFISA и M1. При этом его величина после закапывания изучаемого препарата в глаз меньше, чем после инъекции в брюшную полость: ~14,5 ч (OI) и ~17,6 ч (IP). При внутрибрюшинном введении также получено более высокое значение AUC_0-t, которое приблизительно в 2 раза превосходит AUC_0-t (OI) (табл. 7). Удлинения фазы снижения концентрации на фармакокинетическом профиле М2 за счет его накопления после инстилляции суспензии TFISA также не наблюдали (рис. 3). Это свидетельствует о более быстром выводе данного метаболита из системного кровотока.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Биоаналитическая методика количественного определения 5-[ 5-(трифторметил)-1,2-оксазол-3-ил]-фуран-2-сульфаниламида и его N-гидрокси- и N-ацетилпроизводного в крови лабораторных животных была валидирована согласно актуальным регуляторным требованиям. В ходе испытаний были доказаны селективность, линейность калибровочной зависимости, правильность, прецизионность и отсутствие влияния разведения пробы на данные характеристики методики, отсутствие переноса аналитов и внутреннего стандарта из предыдущей пробы, эффекта матрицы, а также воспроизводимость при повторном введении аналитической серии. Использование смеси натрия фторида и калия оксалата в качестве антикоагулянта обеспечило стабильность N-гидрокси-5-[ 5-(трифторметил)-1,2-оксазол-3-ил]-фуран-2-сульфаниламида и других аналитов в пробах в процессе их обработки и хранения в морозильной камере. Широкий аналитический диапазон методики позволил измерить как высокие концентрации аналитов на начальных временных точках (без дополнительного разведения), так и их следовые количества в поздних точках отбора.

В результате исследования фармакокинетики глазной суспензии изучаемого ЛС зафиксированы высокие концентрации действующего вещества и N-гидроксиметаболита в крови крыс, а также длительный период их выведения как при инстилляции в глаз, так и при внутрибрюшинной инъекции. Содержание метаболита (N-ацетил-5-[ 5-(трифторметил)-1,2-оксазол-3-ил]-фуран-2-сульфаниламида) в крови значительно ниже, чем неизменного действующего вещества и его N-гидроксипроизводного, и его элиминация происходит значительно быстрее. Также установлено, что 5-[ 5-(трифторметил)-1,2-оксазол-3-ил]-фуран-2-сульфаниламид при использовании в данной лекарственной форме имеет высокую величину относительной биодоступности.

Показано, что валидированная методика применима для анализа целевых аналитов в крови как крыс, так и кроликов (установлено сходство ряда валидационных параметров (селективность, эффект матрицы, коэффициенты уравнений регрессии). В дальнейшем с ее применением планируется осуществить изучение фармакокинетики 5-[ 5-(трифторметил)-1,2-оксазол-3-ил]-фуран-2-сульфаниламида на кроликах для проверки влияния межвидовых различий в строении глаза на биодоступность данного ЛС.

Соответствие принципам этики. Проведение исследования одобрено этическим комитетом ЯГПУ им. К.Д. Ушинского (протокол № 2 от 10.10.2023).

Дополнительная информация. На сайте журнала «Регуляторные исследования и экспертиза лекарственных средств» размещены: таблица 6, рисунок 1, рисунок 2.

https://doi.org/10.30895/1991-2919-2024-14-3-304-316-table6

https://doi.org/10.30895/1991-2919-2024-14-3-304-316-fig1

https://doi.org/10.30895/1991-2919-2024-14-3-304-316-fig2

Вклад авторов. Все авторы подтверждают соответствие своего авторства критериям ICMJE. Наибольший вклад распределен следующим образом: И.И. Яичков — разработка и валидация биоаналитической методики, анализ образцов биоматериала животных, написание текста рукописи; А.Л. Хохлов — критическое обсуждение и окончательное утверждение текста рукописи; М.К. Корсаков, А.А. Шетнев — критическое обсуждение и редактирование текста рукописи; Н.Н. Вольхин, С.С. Петухов — выполнение работ с лабораторными животными.

Ethics approval. The study was approved by the Ethics Committee at the Yaroslavl State Pedagogical University named after K.D. Ushinsky (Approval No. 2 of 10.10.2023).

Additional information. The following additional materials are posted on the website of Regulatory Research and Medicine Evaluation: Table 6, Figure 1, and Figure 2.

https://doi.org/10.30895/1991-2919-2024-14-3-304-316-table6

https://doi.org/10.30895/1991-2919-2024-14-3-304-316-fig1

https://doi.org/10.30895/1991-2919-2024-14-3-304-316-fig2

Authors’ contributions. All the authors confirm that they meet the ICMJE criteria for authorship. The most significant contributions were as follows. Ilya I. Yaichkov developed and validated the bioanalytical procedure, analysed samples of animal biological material, and drafted the manuscript. Alexander L. Khokhlov participated in the critical discussion of the manuscript and approved the final version for publication. Mikhail K. Korsakov and Anton A. Shetnev participated in the critical discussion and editing of the manuscript. Nikita N. Volkhin and Sergey S. Petukhov handled laboratory animals.