Экспериментальные модели клеточных линий для скрининга нефротоксичности

Цель работы – обзор клеточных моделей для экспериментальной оценки нефротоксичности ЛС in vitro, по данным литературных источников. Нефротоксичность является причиной отказа от дальнейшей разработки нового лекарственного средства в 2% случаев по результатам доклинических исследований in vivo на лабораторных животных и в 19% – после исследований 3 фазы. Прогнозирование токсичности на клеточных моделях позволит сэкономить средства при разработке лекарственного средства, а также сократить/избежать исследований на лабораторных животных. В настоящее время не существует официальных международных рекомендаций по исследованию нефротоксичности in vitro, тема находится в интенсивной разработке. Основной мишенью токсического поражения почек являются эпителиальные клетки проксимальных канальцев, поэтому основные исследования направлены на создание клеточных линий, характеризующихся стабильными функциональными качествами этих клеток. При моделировании нефротоксичности также важным является выбор релевантных методов и конечных точек тестов, которые могли бы учитывать возможные механизмы токсического действия. В обзоре рассматриваются существующие линии эпителиальных клеток проксимального почечного канальца человека и современные методики оценки цитотоксичности. Дальнейшая перспектива разработки клеточных моделей для скрининга нефротоксичности – оптимизация и стандартизация систем in vitro, которые позволили бы на доклиническом этапе прогнозировать нефротоксичность лекарственного средства in vivo.

1. Redfern WS, Ewart L, Hammond TG, Bialecki R, Kinter L, Lindgren S, et al. Impact and frequency of different toxicities throughout the pharmaceutical life cycle. Toxicologist. 2010;114(S1):1081.

2. Zou L, Stecula A, Gupta A, Prasad B, Chien HC, Yee SW, et al. Molecular mechanisms for species differences in organic anion transporter 1, OAT1: implications for renal drug toxicity. Mol Pharmacol. 2018;94(1):689–99. https://doi.org/10.1124/mol.117.111153

3. Steimberg N, Bertero A, Chiono V, Dell’Era P, Di Angelantonio S, Hartung T, et al. iPS, organoids and 3D models as advanced tools for in vitro toxicology. ALTEX. 2020;37(1):136–40. https://doi.org/10.14573/altex.1911071

4. Nigam SK, Wu W, Bush KT, Hoenig MP, Blantz RC, Bhatnagar V. Handling of drugs, metabolites, and uremic toxins by kidney proximal tubule drug transporters. Clin J Am Soc Nephrol. 2015:10(11):2039–49. https://doi.org/10.2215/CJN.02440314

5. Giacomini KM, Huang SM, Tweedie DJ, Benet LZ, Brouwer KL, Chu X, et al. Membrane transporters in drug development. Nat Rev Drug Discov. 2010;9(3):215–36. https://doi.org/10.1038/nrd3028

6. Eshbach ML, Weisz OA. Receptor-mediated endocytosis in the proximal tubule. Annu Rev Physiol. 2017;79(1):425–48. https://doi.org/10.1146/annurev-physiol-022516-034234

7. Bhargava P, Schnellmann RG. Mitochondrial energetics in the kidney. Nat Rev Nephrol. 2017;13(10):629–46. https://doi.org/10.1038/nrneph.2017.107

8. Linkermann A, Chen G, Dong G, Kunzendorf U, Krautwald S, Dong Z. Regulated cell death in AKI. J Am Soc Nephrol. 2014;25(12):2689–701. https://doi.org/10.1681/ASN.2014030262

9. Li Q, Guo D, Dong Z, Zhang W, Zhang L, Huang SM, et al. Ondansetron can enhance cisplatin-induced nephrotoxicity via inhibition of multiple toxin and extrusion proteins (MATEs). Toxicol Appl Pharmacol. 2013;273(1):100–9. https://doi.org/10.1016/j.taap.2013.08.024

10. Zhou Y, Yang Y, Wang P, Wei M, Ma Y, Wu X. Adefovir accumulation and nephrotoxicity in renal interstitium: Role of organic anion transporters of kidney. Life Sci. 2019;224:41–50. https://doi.org/10.1016/j.lfs.2019.03.042

11. Lin Z, Will Y. Evaluation of drugs with specific organ toxicities in organ-specific cell lines. Toxicol Sci. 2012;126(1):114–27. https://doi.org/10.1093/toxsci/kfr339

12. Li Y, Kandasamy K, Chuah JK, Lam YN, Toh WS, Oo ZY, Zink D. Identification of nephrotoxic compounds with embryonic stem-cell-derived human renal proximal tubular-like cells. Mol Pharm. 2014;11(7):1982–90. https://doi.org/10.1021/mp400637s

13. Narayanan K; Schumacher K, Tasnim F, Kandasamy K, Schumacher A, Ni M et al. Human embryonic stem cells differentiate into functional renal proximal tubular-like cells. Kidney Int. 2013;83(4):593−603. https://doi.org/10.1038/ki.2012.442

14. Shaw G, Morse S, Ararat M, Graham FL. Preferential transformation of human neuronal cells by human adenoviruses and the origin of HEK 293 cells. FASEB J. 2002;16(8):869−71. https://doi.org/10.1096/fj.01-0995fje

15. Ryan MJ, Johnson G, Kirk J, Fuerstenberg SM, Zager RA, Torok-Storb B. HK-2: an immortalized proximal tubule epithelial cell line from normal adult human kidney. Kidney Int. 1994;45(1):48–57. https://doi.org/10.1038/ki.1994.6

16. Jenkinson SE, Chung GW, van Loon E, Bakar NS, Dalzell AM, Brown CDA. The limitations of renal epithelial cell line HK-2 as a model of drug transporter expression and function in the proximal tubule. Pflugers Arch. 2012;464(6):601–11. https://doi.org/10.1007/s00424-012-1163-2

17. Wu Y, Connors D, Barber L, Jayachandra S, Hanumegowda UM, Adams SP. Multiplexed assay panel of cytotoxicity in HK-2 cells for detection of renal proximal tubule injury potential of compounds. Toxicol In Vitro. 2009;23(6):1170–8. https://doi.org/10.1016/j.tiv.2009.06.003

18. Li Y, Oo ZY, Chang SY, Huang P, Eng KG, Zeng JL, et al. An in vitro method for the prediction of renal proximal tubular toxicity in humans. Toxicol Res. 2013;2(5):352–65. https://doi.org/10.1039/c3tx50042j

19. Lash LH, Putt DA, Cai H. Drug metabolism enzyme expression and activity in primary cultures of human proximal tubular cells. Toxicology. 2008;244(1):56–65. https://doi.org/10.1016/j.tox.2007.10.022

20. Wieser M, Stadler G, Jennings P, Streubel B, Pfaller W, Ambros P, et al. hTERT alone immortalizes epithelial cells of renal proximal tubules without changing their functional characteristics. Am J Physiol Renal Physiol. 2008;295(5):F1365–75. https://doi.org/10.1152/ajprenal.90405.2008

21. Wilmer MJ, Saleem MA, Masereeuw R, Ni L, van der Velden TJ, Russel FG, et al. Novel conditionally immortalized human proximal tubule cell line expressing functional influx and efflux transporters. Cell Tissue Res. 2010;339(2):449–57. https://doi.org/10.1007/s00441-009-0882-y

22. Nieskens T, Peters J, Schreurs M, Smits N, Woestenenk R, Jansen K, et al. A human renal proximal tubule cell line with stable organic anion transporter 1 and 3 expression predictive for antiviral-induced toxicity. AAPS J. 2016;18(2):465–75. https://doi.org/10.1208/s12248-016-9871-8

23. Li S, Zhao J, Huang R, Steiner T, Bourner M, Mitchell M, et al. Development and application of human renal proximal tubule epithelial cells for assessment of compound toxicity. Curr Chem Genom Transl Med. 2017;11:19–30. https://doi.org/10.2174/2213988501711010019

24. Birdsall H, Hammond T. Role of shear stress on renal proximal tubular cells for nephrotoxicity assays. J Toxicol. 2021;2021:6643324. https://doi.org/10.1155/2021/6643324

25. Secker PF, Luks L, Schlichenmaier N, Dietrich DR. RPTEC/TERT1 cells form highly differentiated tubules when cultured in a 3D matrix. ALTEX. 2018;35(2):223–34. https://doi.org/10.14573/altex.1710181

26. Bernal-Barquero CE, Vazquez-Zapien GJ, Mata-Miranda MM. Revisión de las alteraciones en la expresión génica y vías apoptóticas provocadas en la nefrotoxicidad inducida por cisplatino. Nefrologia. 2019;39:362–71. https://doi.org/10.1016/j.nefro.2018.11.012

27. Stoddart MJ. Cell viability assays: introduction. Methods Mol Biol. 2011;740:1–6. https://doi.org/10.1007/978-1-61779-108-6_1

28. Трусов ГА, Чапленко АА, Семенова ИС, Мельникова ЕВ, Олефир ЮВ. Применение проточной цитометрии для оценки качества биомедицинских клеточных продуктов. БИОпрепараты. Профилактика, диагностика, лечение. 2018;18(1):16–24. https://doi.org/10.30895/2221-996X-2018-18-1-16-24

29. Camaño S, Lazaro A, Moreno-Gordaliza E, Torre AM, de Lucas C, Humanes B, et al. Cilastatin attenuates cisplatin-induced proximal tubular cell damage. J Pharmacol Exp Ther. 2010;334(2):419–29. https://doi.org/10.1124/jpet.110.165779

30. Chen S, Einspanier R, Schoen J. Transepithelial electrical resistance (TEER): a functional parameter to monitor the quality of oviduct epithelial cells cultured on filter supports. Histochem Cell Biol. 2015;144(5):509–15. https://doi.org/10.1007/s00418-015-1351-1

31. Ke N, Wang X, Xu X, Abassi YA. The xCELLigence system for real-time and label-free monitoring of cell viability. Methods Mol Biol. 2011;740:33–43. https://doi.org/10.1007/978-1-61779-108-6_6

32. Sakamuru S, Attene-Ramos MS, Xia M. Mitochondrial membrane potential assay. Methods Mol Biol. 2016;1473:17–22. https://doi.org/10.1007/978-1-4939-6346-1_2

33. Limonciel A, Aschauer L, Wilmes A, Prajczer S, Leonard MO, Pfaller W, et al. Lactate is an ideal non-invasive marker for evaluating temporal alterations in cell stress and toxicity in repeat dose testing regimes. Toxicol In Vitro. 2011;25(8):1855–62. https://doi.org/10.1016/j.tiv.2011.05.018

34. Sies H., Jones D.P. Reactive oxygen species (ROS) as pleiotropic physiological signalling agents. Nat Rev Mol Cell Biol 2020;21(7):363–83. https://doi.org/10.1038/s41580-020-0230-3

35. Aschauer L, Limonciel A, Wilmes A, Stanzel S, Kopp-Schneider A, Hewitt P, et al. Application of RPTEC/TERT1 cells for investigation of repeat dose nephrotoxicity: A transcriptomic study. Toxicol In Vitro. 2015;30(1 Pt A):106–16. https://doi.org/10.1016/j.tiv.2014.10.005

36. Dieterle F, Sistare F, Goodsaid F, Papaluca M, Ozer JS, Webb CP, et al. Renal biomarker qualification submission: a dialog between the FDA-EMEA and Predictive Safety Testing Consortium. Nat Biotechnol. 2010;28(5):455–62. https://doi.org/10.1038/nbt.1625

37. Qiu X, Miao Y, Geng X, Zhou X, Li B. Evaluation of biomarkers for in vitro prediction of drug-induced nephrotoxicity in RPTEC/TERT1 cells. Toxicol Res (Camb). 2020;9(2):91–100. https://doi.org/10.1093/toxres/tfaa005